各位同仁，最近我正在采用逆向蒸发法制备替加氟(Tegafur)脂质体。
我的制备过程是：替加氟采用1/5稀释的PBS(pH5)溶解成10mg/ml的溶液，磷脂60mg，胆固醇15mg，氯仿溶解，油水比3:1，探头超声乳化(超5s，停3s，4o次，200W)，成乳后蒸发除去溶剂，再用1/5稀释的PBS(pH5)水化约1小时。制得的脂质体采用超滤法测定包封率。
我遇到的问题就是：脂质体制备好后，立刻测定包封率，却发现包封率为0！药物完全包不进去！
但是，显微镜观察和粒径测定结果(200～300nm)均证实脂质体已经制备好，这说明磷脂双分子层中包入了一定体积的水溶液，那为什么这部分水溶液中会没有药物的存在？一般脂质体的主要问题是包入的药物容易泄漏，但我是制好后立即测定包封率的，替加氟虽然是小分子水溶性药物，但也不应该在那么短的时间内全部泄漏出来吧？如果不是泄漏，那又是什么力量或机制使药物无法包入脂质体呢？
不知有没有朋友也遇到过相同的问题？请大家帮我分析一下吧！！
你不水化测测包封率看看。可能是没有包住喔。你在制备脂质体的操作不知正确否，所以你先要确保你的逆向蒸发法整个操作过程对不对，为了证明这个问题，建议你对每个操作过程建立一个评价标准，例如，超声乳化好没好的评价。。。
自己的拙见，希望共同讨论。
！但不知不水化应该怎么测包封率呢？
我曾经采用相同的逆向蒸发法制备了阿糖胞苷脂质体，包封率可以达到20%左右，而且非常稳定。因此，我就以阿糖胞苷脂质体作为各步操作的评价标准。超声乳化时应得到均一稳定不分层的W/O乳剂，且没有明显的大乳滴颗粒挂壁或顺壁流下。抽真空时控制温度和负压，使有机溶剂不要太快被抽走，形成的凝胶应略呈半透明状，稳定不易解体。水化时大部分凝胶应能自动脱落，形成均一稳定半透明状的脂质体悬液，无肉眼能见的明显大颗粒或絮状沉淀。
这些都是我自己的经验总结，不知正确与否，希望各位同仁能批评指正。
不好意思，我昨天没说清楚，我的意思是担心你的操作问题：有没有在第一次形成磷脂层膜。你在不水化前用显微镜看看，不过你要区别下乳滴和磷脂层（区别不好最好给油项带点颜色）。
不过你通过检验和经验，认定操作没有问题，那么下面有几个建议你考虑下：
1、提高水化时的浓度和时间。
2、考虑下超滤法测包封率的方法。
3、考虑下主药的电性等性质。
我认为有成功的经验只能作为参考，同样的方法，不同的人操作，药物的包封率有很大的差别。我认为以前做的阿糖胞苷脂质体和现在的脂质体药物性质完全不一样，首先分子体积就不一样。所以操作和制备脂质体的各物质的比、工艺参数都应该调整。
只能粗略的从思考方向给你建议，因为没做过你这个药的品种，并且你的大致工艺路线没有问题，所以不能够给你具体的方案，望能拓展你的思路。等待你解决后来这里汇报下，共同提高。
不好意思，我昨天没说清楚，我的意思是担心你的操作问题：有没有在第一次形成磷脂层膜。你在不水化前用显微镜看看，不过你要区别下乳滴和磷脂层（区别不好最好给油项带点颜色）。
呵呵，其实我说的是在乳滴表面形成了类脂薄膜。很久没看书不知道对不。
乳滴和磷脂层的区别？水化前这个时候在显微镜下形成的可以认为是磷脂于水溶液形成W/O的乳滴，也可以说是单层脂质体。
区别它可以按乳剂的观察方法，着色。
另外从搂主的问题，好像这不是我们主要讨论的问题，从他的描述，不挂壁均一的流下，这也是在操作过程中判断乳化结束的一个常规判断方法。
我采用葡聚糖凝胶柱测定包封率，其结果和超滤法一致，没有药物包入脂质体！
我特别怀疑主药的电性对其包封率的影响。我的理解是：如果所包封的药物为离子型状态，它不易透过脂质双分子层泄漏，而分子型状态的药物则容易泄漏出来。
我采用的磷脂带负电荷，替加氟(Tegafur)的pKa为8.40(软件计算的理论值)，我先后考察过5.0、6.0、7.3、7.8的PBS以及生理盐水等，但都无法包入或包封率很低，其中5.0的条件下包封率为2％左右，但重现性较低。
我是新手，刚开始做脂质体，现在在做空白脂质体，我用的磷脂80mg胆固醇20mg，有机相12ml（乙醚：氯仿=2：1），PBS（ph7.0）4ml，每次做到水合这一步就做不下去，不知道怎么样才能把100ml梨形瓶壁上的凝胶洗脱下来，看别人文献水合时只加缓冲液2-3ml，怎么能把那么多凝胶洗下来呢？还有怎么样才叫“胶态”或成“凝胶”？希望高手来指点一下！非常感激~~~~
有点像浆糊吧，你刚开始做，文献只能作为参考，具体的数据要自己通过实验状况来定的，参看你的加入量，应该是可以洗下来的，你可以加点玻璃珠帮你洗脱
前辈指点~~~
我是新手，刚开始做脂质体，现在在做空白脂质体，我用的磷脂80mg胆固醇20mg，有机相12ml（乙醚：氯仿=2：1），PBS（ph7.0）4ml，每次做到水合这一步就做不下去，不知道怎么样才能把100ml梨形瓶壁上的凝胶洗脱下来，看别人文献水合时只加缓冲液2-3ml，怎么能把那么多凝胶洗下来呢？还有怎么样才叫“胶态”或成“凝胶”？希望高手来指点一下！非常感激~~~~
替加氟脂质体的包封率一直不是很高，主要原因还是因为其是水溶性的（易溶于热水），在脂质体制备成后，泄露严重，但事情一分为二来看，还是有办法的，我谈谈自己的看法：
第一，增加磷脂的量，让药脂比尽量较大，因为水溶性药物亲脂性差，在脂质体中主要靠被包覆的水相溶解，在这样的情况下，较大的药脂比可以增大包覆的水相体积，从而增大包封药物的量。
第二，控制好磷脂和胆固醇的质量比，一般我们都是采用的4：1的方法，但是胆固醇主要是用来改变脂膜的相变温度，影响膜的通透性和流动性，以及稳定磷脂双分子膜的，因此最好是使用正交、均匀设计筛选处方。
第三，替加氟脂质体的制备方法有很多，主要有薄膜法、逆相蒸发法等。我考虑到替加氟溶于乙醇，而乙醇与氯仿互溶，是不是可以将替加氟溶于乙醇中，再与氯仿互溶后，旋转蒸发成膜。这样可以免去超声乳化带来的影响。
第四，主药替加氟偏碱性，因此使用PH高点的PBS水化对减少药物渗漏是有帮助的，尽管作用很可能不大。
其次，针对你测定包封率的方法。
我认为最好还是用葡聚糖凝胶柱，但是要注意操作影响，比如说，用前的预处理，空白脂质体的柱饱和，洗脱曲线的制备等等，你可以查阅相关文献看看。
这是本人的一点个人意见，欢迎交流。
我的制备过程是：替加氟采用1/5稀释的PBS(pH5)溶解成10mg/ml的溶液，磷脂60mg，胆固醇15mg，氯仿溶解，油水比3:1，探头超声乳化(超5s，停3s，4o次，200W)，成乳后蒸发除去溶剂，再用1/5稀释的PBS(pH5)水化约1小时。制得的脂质体采用超滤法测定包封率。
我遇到的问题就是：脂质体制备好后，立刻测定包封率，却发现包封率为0！药物完全包不进去！
但是，显微镜观察和粒径测定结果(200～300nm)均证实脂质体已经制备好，这说明磷脂双分子层中包入了一定体积的水溶液，那为什么这部分水溶液中会没有药物的存在？一般脂质体的主要问题是包入的药物容易泄漏，但我是制好后立即测定包封率的，替加氟虽然是小分子水溶性药物，但也不应该在那么短的时间内全部泄漏出来吧？如果不是泄漏，那又是什么力量或机制使药物无法包入脂质体呢？
不知有没有朋友也遇到过相同的问题？请大家帮我分析一下吧！！
你不水化测测包封率看看。可能是没有包住喔。你在制备脂质体的操作不知正确否，所以你先要确保你的逆向蒸发法整个操作过程对不对，为了证明这个问题，建议你对每个操作过程建立一个评价标准，例如，超声乳化好没好的评价。。。
自己的拙见，希望共同讨论。
！但不知不水化应该怎么测包封率呢？
我曾经采用相同的逆向蒸发法制备了阿糖胞苷脂质体，包封率可以达到20%左右，而且非常稳定。因此，我就以阿糖胞苷脂质体作为各步操作的评价标准。超声乳化时应得到均一稳定不分层的W/O乳剂，且没有明显的大乳滴颗粒挂壁或顺壁流下。抽真空时控制温度和负压，使有机溶剂不要太快被抽走，形成的凝胶应略呈半透明状，稳定不易解体。水化时大部分凝胶应能自动脱落，形成均一稳定半透明状的脂质体悬液，无肉眼能见的明显大颗粒或絮状沉淀。
这些都是我自己的经验总结，不知正确与否，希望各位同仁能批评指正。
不好意思，我昨天没说清楚，我的意思是担心你的操作问题：有没有在第一次形成磷脂层膜。你在不水化前用显微镜看看，不过你要区别下乳滴和磷脂层（区别不好最好给油项带点颜色）。
不过你通过检验和经验，认定操作没有问题，那么下面有几个建议你考虑下：
1、提高水化时的浓度和时间。
2、考虑下超滤法测包封率的方法。
3、考虑下主药的电性等性质。
我认为有成功的经验只能作为参考，同样的方法，不同的人操作，药物的包封率有很大的差别。我认为以前做的阿糖胞苷脂质体和现在的脂质体药物性质完全不一样，首先分子体积就不一样。所以操作和制备脂质体的各物质的比、工艺参数都应该调整。
只能粗略的从思考方向给你建议，因为没做过你这个药的品种，并且你的大致工艺路线没有问题，所以不能够给你具体的方案，望能拓展你的思路。等待你解决后来这里汇报下，共同提高。
不好意思，我昨天没说清楚，我的意思是担心你的操作问题：有没有在第一次形成磷脂层膜。你在不水化前用显微镜看看，不过你要区别下乳滴和磷脂层（区别不好最好给油项带点颜色）。
呵呵，其实我说的是在乳滴表面形成了类脂薄膜。很久没看书不知道对不。
乳滴和磷脂层的区别？水化前这个时候在显微镜下形成的可以认为是磷脂于水溶液形成W/O的乳滴，也可以说是单层脂质体。
区别它可以按乳剂的观察方法，着色。
另外从搂主的问题，好像这不是我们主要讨论的问题，从他的描述，不挂壁均一的流下，这也是在操作过程中判断乳化结束的一个常规判断方法。
我采用葡聚糖凝胶柱测定包封率，其结果和超滤法一致，没有药物包入脂质体！
我特别怀疑主药的电性对其包封率的影响。我的理解是：如果所包封的药物为离子型状态，它不易透过脂质双分子层泄漏，而分子型状态的药物则容易泄漏出来。
我采用的磷脂带负电荷，替加氟(Tegafur)的pKa为8.40(软件计算的理论值)，我先后考察过5.0、6.0、7.3、7.8的PBS以及生理盐水等，但都无法包入或包封率很低，其中5.0的条件下包封率为2％左右，但重现性较低。
我是新手，刚开始做脂质体，现在在做空白脂质体，我用的磷脂80mg胆固醇20mg，有机相12ml（乙醚：氯仿=2：1），PBS（ph7.0）4ml，每次做到水合这一步就做不下去，不知道怎么样才能把100ml梨形瓶壁上的凝胶洗脱下来，看别人文献水合时只加缓冲液2-3ml，怎么能把那么多凝胶洗下来呢？还有怎么样才叫“胶态”或成“凝胶”？希望高手来指点一下！非常感激~~~~
有点像浆糊吧，你刚开始做，文献只能作为参考，具体的数据要自己通过实验状况来定的，参看你的加入量，应该是可以洗下来的，你可以加点玻璃珠帮你洗脱
前辈指点~~~
我是新手，刚开始做脂质体，现在在做空白脂质体，我用的磷脂80mg胆固醇20mg，有机相12ml（乙醚：氯仿=2：1），PBS（ph7.0）4ml，每次做到水合这一步就做不下去，不知道怎么样才能把100ml梨形瓶壁上的凝胶洗脱下来，看别人文献水合时只加缓冲液2-3ml，怎么能把那么多凝胶洗下来呢？还有怎么样才叫“胶态”或成“凝胶”？希望高手来指点一下！非常感激~~~~
替加氟脂质体的包封率一直不是很高，主要原因还是因为其是水溶性的（易溶于热水），在脂质体制备成后，泄露严重，但事情一分为二来看，还是有办法的，我谈谈自己的看法：
第一，增加磷脂的量，让药脂比尽量较大，因为水溶性药物亲脂性差，在脂质体中主要靠被包覆的水相溶解，在这样的情况下，较大的药脂比可以增大包覆的水相体积，从而增大包封药物的量。
第二，控制好磷脂和胆固醇的质量比，一般我们都是采用的4：1的方法，但是胆固醇主要是用来改变脂膜的相变温度，影响膜的通透性和流动性，以及稳定磷脂双分子膜的，因此最好是使用正交、均匀设计筛选处方。
第三，替加氟脂质体的制备方法有很多，主要有薄膜法、逆相蒸发法等。我考虑到替加氟溶于乙醇，而乙醇与氯仿互溶，是不是可以将替加氟溶于乙醇中，再与氯仿互溶后，旋转蒸发成膜。这样可以免去超声乳化带来的影响。
第四，主药替加氟偏碱性，因此使用PH高点的PBS水化对减少药物渗漏是有帮助的，尽管作用很可能不大。
其次，针对你测定包封率的方法。
我认为最好还是用葡聚糖凝胶柱，但是要注意操作影响，比如说，用前的预处理，空白脂质体的柱饱和，洗脱曲线的制备等等，你可以查阅相关文献看看。
这是本人的一点个人意见，欢迎交流。